Resultados Conteo Bacteriano-Utilizando un Hematocitometro

En la siguiente figura se puede observar diferentes curvas de tendencias trazadas para ayudar a la comprensión del crecimiento celular obtenido en medio líquido, Ashby's-Glucosa luego de 8 Días de cultivo en una Shaker con baño maría a una temperatura de 30 ºC. Esto en la zona de La Chinchilla de Cartago, en el Laboratorio de Fitoprotección del Instituto Nacional de Aprendizaje.

Restauración de Cepas a estudiar en el proyecto

Martes 24 de Agosto

Se procede a subcultivar las cepas a utilizar en dicho proyecto, para ello se prepara el medio de cultivo Ashby's-Manitol-Agar de la casa comercial SIGMA® y se chorrea en platos petri. Las descripciones de los autores de las cepas, se usarán como iniciales de cada una de las cepas a utilizar.

Entonces tenemos que:

AzINA1: Cepa de Azotobacter spp. del INA #1
AzINA2: Cepa de Azotobacter spp. del INA #2
AzAlex:   Cepa de Azotobacter spp. Alex

Metodología empleada:

Se subcultivaron por rayado muy homogéneo las cepas de Azoobacter spp. utilizando una asa bacteriológica; esto bajo las siguientes condiciones de cultivo: 30ºC durante 48 horas.

Asimismo se dejó un control del medio de cultivo

Jueves 26 de Agosto

No se veían resultados promisorios en el subcultivo de las cepas; sin embargo las cepas del INA estan respondiendo al medio de cultivo mientras que la cepa AzAlex no mostraba alguna respuesta. (No se cuentan con fotos de la prueba).

Cabe rescatar las siguientes condiciones de las cepas a utilizar, antes de empezado el ensayo:

AzINA1 y AzINA2: Se encontraban bajo refrigeración a 4 ºC

AzAlex: Se encontraba revitalizada en una placa de cultivo, cuyo medio aun se desconoce (Se debe de consultar a Alex). y venía contaminada con una colonia de aspecto lechoso color amarilla.

Viernes 27 de Agosto

Se volvió a preparar el medio de cultivo Ashby's-Manitol-Agar de la casa comercial SIGMA®,  y se procede a utiliza las técnicas de cultivo tipo rayado en placa por estrías y por "aislamiento de colonias", el cual pretende ayudar a una mejor respuesta por parte de las bacterias de Azotobacter spp. utilizadas en dicho ensayo.

De la misma forma, tambien se dejó un control del medio de cultivo. Y las condiciones de cultivo fueron las mismas utilizadas en el primer ensayo.

Martes 31 de Agosto

Se procede a revisar las placas del ensayo.

Se observa que el crecimiento no es suficiente aún, para poder realizar la inoculación en medio líquido; asimismo se observa que al poner la placa de cultivo de la cepa AzINA1 contra la luz el medio se observa azul en las zonas en donde la bacteria ha crecido.

La cepa AzINA2 muestra un crecimiento mayor que la otra cepa del INA.

La cepa de Alex no muestra un crecimiento, y se concluye que no responde a las condiciones establecidas en el ensayo.

Se procede a subcultivar nuevamente todas las cepas en el medio de cultivo Ashby's-Manitol-Agar de la casa comercial SIGMA®,

Se considera importante conocer los compuestos químicos del medio de cultivo, y se muestran a continuación:

                               Compuesto                                                  Cantidad (g/L)


                 Fuente de Energía (Manitol, Glucosa, Sacarosa)              20,00
                 Fosfato dipotasio                                                              0,20
                 Sulfato de Magnesio                                                         0,20
                 Cloruro de Sodio                                                              0,20
                 Sulfato de Potasio                                                             0,10
                 Carbonato de Calcio                                                         5,00
                 Agar                                                                               15,00

Condiciones finales: 7,2 de pH al utilizar Manitol; según SIGMA®,

Se procede también a preparar otro ensayo; en el cual se desean valorar las siguientes variables en el crecimiento de la bacteria:

- Respuesta al cultivo en Medio Líquido
- Respuesta a la agitación en diferentes recipientes (tubos de ensayo con 10 mL de medio de cultivo Ashby's-Glucosa y erlenmeyers de 250 mL con 25 mL de medio de cultivo Ashby's-Glucosa )
- Respuesta a la fuente de carbono Glucosa

Condiciones de cultivo utilizadas:
- Velocidad de Agitación: 110 rpm
- Tº de incubación: 30 ºC
- Medio de cultivo: Ashby's-Glucosa
- Hora de incubación: 09:00 a.m.

También se procede a realizar un ensayo de medición de la temperatura en la incubadora utilizada, para determinar si existen variables que puedan afectar el desarrollo de este proyecto.Luego de 5 mediciones, se obtienen los siguientes resultados:

Cuadro 1. Resultados de las mediciones de temperatura de la incubadora en el INA

Fecha de la medición       Hora            Temperatura registrada (ºC)          Temperatura Medida (ºC)

31 de Agosto                   2:56 p.m.                         31                                                       31

1 de Setiembre                 9:02 a.m.                         31                                                       31

1 de Setiembre                 1:00 p.m.                         31                                                       30

2 de Setiembre                 9:00 a.m.                         31                                                       31

2 de Setiembre                 2:28 p.m.                         31                                                       31

6 de Setiembre                 8:36 a.m.                         30                                                       29

6 de Setiembre                 2:15 p.m.                         31                                                       30

Asimismo se obtienen las siguientes observaciones:
- Cuando la puerta (interna de vidrio) de la incubadora no se cierra bien se baja la temperatura,
- Las mediciones muestran que la temperatura varía en rangos entre los 29 y 31 ºC, a diferencia de lo que marca el termómetro de la incubadora que siempre muestra rangos entre los 30 y 31 ºC.
- Se toman dichas observaciones como respaldo para las pruebas a realizar utilizando la incubadora

Miércoles 1 de Setiembre
Se procede a incubar los medios de cultivo líquidos para incubarlos en el shaker del INA. Para dicha incubación se procede a pasar una asada del cultivo bacteriano dentro de los tubos y los erlenmeyers.

Se realizan los conteos iniciales.

Literatura Citada

Aruani1, C., Gili, P., Fernández, L., González, R., Reeb, P. y Sánchez, E. (2008). Utilización del nitrógeno en diferentes manejos de fertilización en lechuga (Lactuca sativa L.) Y su efecto sobre algunas variables biológicas del suelo, Neuquén – argentina. Revista Agro Sur, 36 (3), 147-157.

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Cronograma de Actividades

Metodología (Resumen de la Propuesta)

El presente trabajo se realizará en el invernadero de agricultura orgánica del Instituto Nacional de prendizaje, en conjunto con el Laboratorio de Fitoprotección de dicha institución. Asimismo parte de la medición química de la cantidad de nitrógeno presente en las muestras a analizar se realizará en el Laboratorio de Docencia de la Escuela de Biología del Instituto Tecnológico de Costa Rica.

Esta investigación tiene como fin estudiar el efecto de la aplicación de diferentes concentraciones de dos cepas de Azotobacter spp. Aisladas por Schmidt (2010) y por el Laboratorio de Fitoprotección del INA, en la Chinchilla de Cartago. Para ello se utilizará el Caldo Winogradsky (Molina, 1957); el cual brindó los mejores resultados de crecimiento para la cepa de Azotobacter spp. aislada por Schmidt (2010). Las variables a analizar serán las misma que analizó Caicedo y Suquilanda (2007) en su investigación, donde analizaron: la altura de la planta, el diámetro de planta, el peso promedio por planta, la producción, su ciclo vegetativo y determinaron un análisis económico.

En síntesis la metodología a utilizar se resume en los siguientes puntos:

 1- Revitalización de las cepas crioconservadas de Azotobacter: Para ello se cultivarán las cepas en caldo Winogradsky. La cepa madre se inocula en los tubos con el medio (10 mL), bajo condiciones de esterilidad y se incuba a 30°C por 24 horas (Schmidt, 2010).

2- Formulación del biofertilizante a partir de las cepas de Azotobacter (Schmidt, 2010; Agüero, 2009 y González, 2000):

 Para la preparación del pre inoculó se toman en cuenta los siguientes requisitos:

• El cultivo debe estar metabólicamente activo y libre de contaminantes.
• El inoculo debe estar en su fase exponencial (grado máximo de desarrollo). Para ello se evalúa el crecimiento bacteriano durante 30 horas que es el tiempo estimado que tarda en alcanzar la fase exponencial. Se procura obtener pre inóculos con una concentración de biomasa del orden de 108-109 células/ml.
• Se debe dispones de una cantidad de cultivo suficiente para inocular el volumen de medio liquido a utilizar en la fermentación, el cual debe estar entre el 3–10% del volumen total a fermentar. En este caso se trabaja con un volumen equivalente al 10% del volumen total a fermentar.
• Una vez pasado el tiempo de cultivo de las cepas revitalizadas, se procede a inocular en condiciones de esterilidad, en 90 mL de caldo de cultivo Winogradsky, y se incuban en agitación de 100 rpm a 30 ºC por 24 horas. En un matraz de 250 ml.
• Este procedimiento de cultivo es con el fin de obtener 10 matraces de cultivo.
• Cada día se determinará la concentración de células con el fin de establecer la curva de crecimiento en el medio de cultivo; esto con el fin de conocer y optimizar las condiciones de cultivo de Azotobacter en el medio de cultivo indicado como óptimo. Para ello se tomarán 2 mL de cada medio de cultivo en un erlenmeyer estéril en condiciones asépticas y se inoculará aproximadamente una gota en una cámara de Neubauer donde se realizará el conteo de la cantidad de células por división del cuadrante utilizando un microscopio. Posteriormente se sumará el conteo realizado y se multiplicará por el factor de conversión de la cámara, para obtener la concentración del microorganismo por mililitro del medio de cultivo. 

3- Preparación del las camas para el cultivo hidropónico de lechuga (Lastra, 2009; Aruani1 et al, 2008): en este caso se utilizarán 4 camas de cultivo cuyas dimensiones son de 1,30 x1,30 m. y las cuales se ubican en el invernadero de agricultura orgánica del INA. Asimismo se preparará el sustrato a utilizar a partir de tierra con la cual cuenta la institución en su finca, a la misma se le aplicará un tratamiento de esterilización por vapor en un autoclave. Posterior a ello, también se esterilizará granza de arroz, la cual también pasará por el mismo proceso de esterilización. La composición final del sustrato será de un 80% tierra y un 20% granza de arroz.

4- Compra de almácigos de lechuga y transplante a camas: Se comprarán en la Chinchilla de Cartago.

5- Aplicación de los cuatro tratamientos a las plántulas de lechuga: Se utilizarán tres tratamientos una vez transplantadas las plántulas a excepción del tratamiento de sumergido de raíces, dichos tratamientos se basan en las pruebas de González (2000) y Caicedo y Suquilanda (2007) suplementadas con la adición de un 50% de la cantidad de nitrógeno requerido por las plántulas de lechugas (0,75g/plántula) según Meléndez ( 2003); los cuales se describen a continuación:

a. Sumergido de raíces; sumergiendo por un tiempo de 30 minutos las raíces de las plántulas en la solución contenedora del medio de cultivo con Azotobacter.

b. Inyección en Suelo; utilizando una bomba de aspersión, y a una cantidad aplicada de 100cc/l de Azotobacter para la dosis uno. Aplicando 8 mL/planta más 0,75 g de Abono nitrogenado aplicado como Nitrato de Amonio.

c. Inyección en Suelo; utilizando una bomba de aspersión, y a una cantidad aplicada de 200cc/l de Azotobacter para la dosis dos. Aplicando 8 mL/planta más 0,75 g de Abono nitrogenado aplicado como Nitrato de Amonio.

d. Inyección en Suelo; utilizando una bomba de aspersión, y a una cantidad aplicada de 300cc/l de Azotobacter para la dosis tres. Aplicando 8 mL/planta más 0,75 g de Abono nitrogenado aplicado como Nitrato de Amonio.

e. Control positivo, donde se aplicará el 100% de abono nitrogenado que la plántula de lechuga requiere. Se recomienda que por ha sean 100 Kg de Nitrógeno aplicado como Nitrato de Amonio; alrededor de 1,5 g de Nitrógeno por planta, según El Ministerio de Agricultura y Ganadería que establece se pueden producir 66 000 plantas de lechuga por hectárea.

6- Seguimiento de los resultados: Se establecerá el sistema de riego por nebulización una vez por día durante 30 min (Meléndez, 2003). Cualquier enfermedad o plaga detectada, en caso de darse será controlada de inmediato y si el daño al material es severo se descartará del ensayo. Asimismo se determinarán una vez haya terminado el ciclo de cultivo la planta, los siguientes parámetros: Altura de la planta (Sin tomar en cuenta el tamaño de las raíces), diámetro de planta, peso promedio por planta, producción (en cantidad de hojas), y el análisis económico de cada uno de los ensayos (esto según los gastos incurridos en el manejo del cultivo de cada uno de los tratamientos) (Caicedo y Suquilanda, 2007).

7- Determinación del Nitrógeno consumido por las plántulas de lechuga (Valdés et al., 2004): para la determinación del nitrógeno consumido por las plantas de lechuga se determinará por Colorimetría por nitración con ácido salicílico; esto se da gracias a que el complejo formado por nitración de ácido salicílico bajo condiciones fuertemente ácidas presenta máxima absorción a una longitud de onda de 410 nm en soluciones básicas (pH > 12). La absorbancia del cromóforo es directamente proporcional a la cantidad de N-NO3- presente en la muestra. Los iones NH4+, NO2- y Cl- no interfieren. Se trabaja en tubos con muestra y contramuestra, para eliminar el efecto de la absorción provocada por los pigmentos vegetales y así cuantificar solamente la absorbancia del complejo formado. A continuación se detalla el procedimiento a seguir.

a. Extracción del N-NO3: ebullición de 0.5 g de muestra en 50 ml de agua destilada durante 30 minutos.

b. Filltración y transferencia cuantitativa a matraz de 50 ml.

c. Pipeteo de alícuotas de 0.2 ml de extracto por duplicado en tubos de vidrio de 25 ml (tubo testigo y tubo problema).

d. Adición al tubo problema de 0.8 ml de solución de ácido salicílico al 5 % (p/v) en ácido sulfúrico concentrado. Adición de 0.8 ml de ácido sulfúrico concentrado al tubo testigo.

e. Adición lenta, transcurridos 20 minutos, de 19 ml solución 2N NaOH a cada tubo.

f. Desarrollo de color durante 24 horas (color estable hasta 72 hs).

g. Preparación de soluciones patrón de NO3- con 10, 20, 30, 40, 50, 75 y 100 mg/g a partir de una solución madre de 1000 mg NO3K/g.

h. Pipeteo de alícuotas de 0.2 ml de las soluciones patrón. Adición a cada tubo de los mismos reactivos que para el tubo problema.

i. Lectura de la absorbancia de las soluciones patrón en un espectrofotómetro de doble haz a longitud de onda = 410 nm. Con los valores obtenidos se ajusta una recta de regresión y se calcula el coeficiente angular (m) para establecer la concentración del N-NO3- en las muestras problema.

j. Lectura de la absorbancia (Absmuestra) de cada muestra con su blanco.
k. Cálculos:

• µg N-NO3/g = m * Absmuestra * 50 ml / peso de muestra (g)
• µg NO3 -/g = µg N-NO3/g * 4.43

8- Análisis de resultados: Los datos experimentales obtenidos serán procesados estadísticamente mediante un análisis de varianza de clasificación doble sin interacción y las medias se compararán mediante la prueba de Duncan a una probabilidad de error al 1% (p<0.01), usando el paquete estadístico “STATISTICA” para Windows (FAOSTAT, 2001). Además se hará una valoración económica de los resultados experimentales obtenidos, según Pampin (1987), determinando los siguientes indicadores económicos: Costos de producción, ganancia, costo por peso, costo unitario y valor de la producción y rentabilidad.

Objetivos del Proyecto

Objetivos Generales

• Determinar la capacidad de fijación de nitrógeno atmosférico de dos cepas nativas de Azotobacter mediante condiciones controladas en cultivos de lechuga hidropónica.

Objetivos Específicos

• Cuantificar la cantidad de nitrógeno atmosférico fijado por Azotobacter spp. Correlacionándolo con el nitrógeno presente en las plántulas de Lactuca sativa luego de su desarrollo.
• Respaldar estadísticamente la capacidad fijadora de nitrógeno atmosférico de las cepas de Azotobacter spp.

Justificación

El modelo de agricultura intensiva moderna ha presentado en Costa Rica y el resto del mundo serios problemas económicos y ecológicos por el uso indiscriminado de abonos nitrogenados y químicos en general, por lo que en los últimos años han cobrado fuerza diversas corrientes de agricultura orgánica que han ido evolucionando el concepto de agricultor que antes conocíamos; alojándose sobre una base agroecológica que promueve nuevos modelos de producción agropecuaria para lograr una agricultura de bajos insumos, inversiones y costos ecológicamente equilibrada, autosustentable y productiva (Alvarado y Navarro, 2005). En este sentido, los biofertilizantes e inoculantes microbianos son un componente vital de los sistemas sustentables, ya que constituyen un medio económicamente atractivo y ecológicamente aceptable de reducir los insumos externos y de mejorar la cantidad y calidad de los recursos internos (Acuña, 2003).

Dentro de estos biofertilizantes se encuentran las bacterias del género Azotobacter, las cuales están presentes en el suelo y al encontrarse en elevadas poblaciones en el agroecosistema se asocian al sistema radical de algunas especies vegetales y ocasionan una aceleración del desarrollo y un aumento del rendimiento en los cultivos, debido fundamentalmente a su capacidad de sintetizar sustancias biológicamente activas como auxinas, citoquininas, giberelinas, aminoácidos y vitaminas (Vancura, 1961; Brown et al., 1962; Dibut, 1988, Martínez et al., 1997 y González, 2000). Esta propiedad unida a la función de fijar el nitrógeno atmosférico, ha despertado el interés de numerosos investigadores por elevar el valor de poblaciones autóctonas de cada suelo.

Por esta razón, muchas de las técnicas biotecnológicas actuales se centran en la elaboración de productos biológicos como los biofertilizantes, con el fin de promover la agricultura orgánica y, evitar esta problemática ambiental y social que han causado los fertilizantes químicos. Por ello, Schmidt (2010) y el INA en la Chinchilla de Cartago -Especializado en Agricultura Orgánica- han aislado cepas promisorias de Azotobacter spp; que todavía no cuentan con una validación estadísticamente aceptada para la determinación de su capacidad fijadora de nitrógeno atmosférico. Es por esta razón, que dicho potencial debe ser estudiado holgadamente para la disponibilidad de un producto agrícola que sea de gran apoyo a nuestros agricultores; y esto se va a conseguir utilizando una cepa de cada autor en cuatro diferentes tratamientos -con cinco repeticiones cada uno- en ambiente controlado (invernadero) sobre la efectividad en el desarrollo de plántulas de Lactuca sativa (Lechuga), sobre un sustrato estéril (80% Tierra/ 20% Granza de arroz).

Es así que el desarrollar un estudio de validación de dos cepas aisladas de Costa Rica por estos dos autores, viene a abrir un trecho antes inexplorado, que al ser desarrollado en el INA busca fomentar la transmisión de todos los resultados obtenidos de esta investigación, alcanzando directamente al personal relacionado con el área de interés, nuestros agricultores. Esto porque El INA ubicado en la Chinchilla de Cartago, es el Centro Especializado en Agricultura Orgánica del País a beneficio de todos los agricultores.

Descripción del Proyecto

Uno de los elementos más importantes que puede utilizar la agricultura ecológica o sostenible, que de acuerdo con la definición del Comité Internacional sobre la Investigación Agrícola, lo constituye el uso de los biofertilizantes o inoculantes microbianos, los cuales Izquierdo et al. (1995), los consideran como biotecnologías “apropiables” que contribuyen al desarrollo sustentable al ser técnicamente factibles dentro del nivel científico-técnico de un país y que proveen beneficios tangibles a los destinatarios, son ambientalmente seguras y socioeconómica y culturalmente aceptables.

Los biofertilizantes pueden definirse, según Martínez (1997) y Acuña (2003) como productos a base de microorganismos que viven normalmente en el suelo, aunque en poblaciones bajas y que al incrementar sus poblaciones por medio de la inoculación artificial, son capaces de poner a disposición de las plantas, mediante su actividad biológica, una parte importante de las sustancias nutritivas que necesitan para su desarrollo, así como suministrar sustancias hormonales o promotoras del crecimiento. Ferrer y Herrera (1991), Ruíz et al. (1993), González (2000) y Acuña (2003) agrupan en este concepto a todos los organismos vivos capaces de brindar algún beneficio a las plantas y los clasifican en dos grandes grupos: los de acción directa, entre los que se encuentran los microorganismos fijadores asimbióticos de nitrógeno y las Micorriza Vesículo Arbusculares (MVA) y las de acción indirecta que incluyen los solubilizadores de fósforo, los fijadores de nitrógeno atmosférico de vida libre y los estimuladores de crecimiento vegetal, representados por varios géneros.

La importancia según Ruíz et al (1993) y Acuña (2003) de estos bioproductos radica en su capacidad para suplementar o movilizar nutrientes con un mínimo uso de recursos no renovables; además, tiene las ventajas de que los procesos microbianos son rápidos y los biopreparados pueden aplicarse para solucionar problemas locales específicos, al mismo tiempo que se reducen los problemas económicos y ecológicos que se derivan de la aplicación indiscriminada de los fertilizantes industriales.

Vancura, (1961), Ferrer y Herrera (1993), González (2000) y Agüero, (2009) exponen las ventajas de los preparados a base de diferentes de cepas de microorganismos biofertilizantes y expresan los beneficios en las condiciones de producción agrícola, haciendo referencia de los que hoy se han empezado a utilizar en América Latina, a ello mencionan que Azotobacter, se aplica sobre todas las hortalizas, yuca, boniato, maíz, arroz, plátano, cítricos, entre otros cultivos y son capaces de suministrar a las plantas entre el 15-50% de sus necesidades de nitrógeno, mediante su capacidad para fijar nitrógeno atmosférico; además de sintetizar sustancias biológicamente activas que permiten acortar los períodos del cultivo y estimular el rendimiento.

Dicho proceso biológico de fijación de nitrógeno, lo realiza gracias a que el N2 libre se combina químicamente con otros elementos para formar compuestos orgánicos, lo cual se realiza a través de las enzimas nitrogenasas que dicho microorganismo posee (Brown, 1962).

Capacidad fijadora de nitrógeno atmosférico de dos cepas nativas de Azotobacter en Costa Rica

Debido al constante cambio del uso de la tierra con fines únicamente productivos, los agricultores se ven en la necesidad de utilizar indiscriminadamente fertilizantes para aumentar sus cosechas sin tener en cuenta los riegos que esto conlleva. El principal problema desde hace algunos años, es la contaminación de las aguas subterráneas, por la aplicación de fertilizantes especialmente nitrogenados, ya que al ser aplicados en los cultivos sirven como un suplemento necesario para satisfacer las necesidades de nutrientes en el crecimiento de las plantas, pero durante este proceso, las plantas absorben una parte de los nutrientes presentes en el suelo en compuestos solubles, en concreto el nitrógeno en estado mineral, esencialmente en forma nítrica.

El problema referido se presenta debido a un incremento en: la fertilización química, especialmente nitrogenada en la producción de hortalizas, y la agricultura intensiva de regadío, que se caracteriza por el empleo de grandes volúmenes de agua de riego y una particular agresividad en las prácticas de abonamiento. Una de las formas de evitar el uso de fertilizantes nitrogenados de síntesis, es la inoculación al suelo de biofertilizantes con la presencia de fijadores asimbióticos de nitrógeno atmosférico, como lo son las bacterias de los géneros Azotobacter, Bacillus y Pseudomonas.

Asimismo, el género Azotobacter ha sido exiguamente estudiado en Costa Rica, y no se conoce con exactitud la capacidad fijadora de nitrógeno atmosférico que llegue a complementar el paquete biológico en el manejo de nuestra agricultura. Murillo (2009) y Schmidt (2010), han iniciado el trillo por donde se pretende seguir en busca de esa cepa promisoria para la fijación de nitrógeno atmosférico; esto debido a que todavía no se cuentan con resultados concretos respaldados estadísticamente que garanticen la efectividad de estas cepas nativas en los cultivos agrícolas de la zona, y primordialmente en este caso, en los cultivos en ambiente protegido.

Es por estas razones, que se propone la realización de la presente investigación, como trabajo final de graduación; planteando los siguientes objetivos: Evaluar la respuesta del cultivo hidropónico de lechuga (Lactuca sativa) a la inoculación de dos cepas nativas de Azotobacter sp. Establecer la cepa de Azotobacter que produce la mejor respuesta en el cultivo de la lechuga (Lactuca sativa). Determinar cual de las dosis de Azotobacter inoculadas al suelo, permite una mejor respuesta en el cultivo de lechuga (Lactuca sativa); y, realizar el análisis económico de los tratamientos en estudio.